Producción de hongo ostra (Pleurotus ostreatus) a partir de algunos materiales lignocelulósicos de desecho y caracterización FTIR de cambios estructurales.

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 12897 (2023) Citar este artículo

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En este estudio, el hongo ostra (Pleurotus ostreatus) se cultivó a partir de ramas de avellana (HB) (Corylus avellana L.), cáscara de avellana (HH), paja de trigo (WS), cáscara de arroz (RH) y posos de café (CG). Los residuos de ramas de avellana se utilizaron por primera vez en el cultivo de setas ostra. En el estudio, los hongos se cultivaron preparando abonos con mezclas del 100 al 50% de cada tipo de residuo. A partir de las tapas de los hongos cosechados se determinaron el rendimiento, la actividad biológica, el tiempo de desove, el tiempo total de cosecha y las características de calidad de los hongos. Además, se llevaron a cabo análisis químicos de materiales lignocelulósicos (contenidos de extractos, holocelulosa, α-celulosa, lignina y cenizas) como resultado de la producción de hongos y se examinaron sus cambios según sus cantidades iniciales. Además, los cambios en la estructura de los materiales lignocelulósicos de desecho se caracterizaron mediante análisis FTIR. Como resultado del estudio, se encontró un rendimiento de 172 g/kg en la paja de trigo utilizada como muestra de control, mientras que en los residuos de poda de ramas de avellana se encontró un rendimiento de 255 g/kg. El mayor tiempo de desove (45 días) se determinó en el compost preparado a partir de la mezcla de cáscara de avellana y residuos de posos de café. Este estudio demostró que los desechos de HB se pueden utilizar para el cultivo del hongo ostra (P. ostreatus). Después de los procesos de cultivo de hongos, los contenidos de holocelulosa y α-celulosa disminuyeron mientras que los contenidos de cenizas aumentaron. La espectroscopia FTIR indicó que se produjeron cambios significativos en las longitudes de onda con respecto a los componentes de celulosa, hemicelulosa y lignina. Los cambios más significativos se produjeron en las longitudes de onda de 1735, 1625, 1510, 1322 y 1230.

Hay alrededor de 2000 especies de hongos comestibles en todo el mundo. Algunas de estas especies de hongos se pueden cultivar todos los días del año cuando se crean las condiciones adecuadas. Las especies de hongos más comúnmente cultivadas son el champiñón blanco (Agaricus bisporus), el hongo ostra (Pleurotus spp.) y el hongo shiitake (Lentinula edodes)1. Los hongos ostra reducen el nivel de glucosa en sangre y reducen el riesgo de cáncer gracias a su alto nivel de nutrientes1,2. Los hongos ostra son los más fáciles de cultivar y tienen el período de crecimiento más corto cuando se cumplen las condiciones necesarias. Además, los costes de cultivo son económicamente más bajos que los de otras especies de hongos. Porque se puede cultivar fácilmente sobre sustratos a base de residuos agrícolas orgánicos. En comparación con otras especies de hongos, se puede cultivar en materiales de sustrato muy diferentes1,3,4. Normalmente, para el cultivo de hongos se prefieren sustratos ricos en materiales lignocelulósicos como paja, aserrín y desechos de algodón3,5,6. Sin embargo, como sustratos también se han ensayado piñas de palma, mazorcas de maíz7, pulpa de caña de azúcar, fibra de coco, pulpa de caña de azúcar y sus combinaciones3, paja de garbanzo y cabezas de girasol8, cartón y fibra vegetal9, hojas de avellana, hojas de tilia, paja de trigo y hojas de álamo europeo5. y utilizado hasta ahora en el cultivo del hongo ostra. Entre estos sustratos, el material de paja de trigo es rico en lignina, celulosa y hemicelulosa y puede proporcionar nutrientes para el crecimiento del micelio y la formación de frutos. También se ha afirmado que proporciona una alta eficiencia biológica5. Sin embargo, según Girmay9 y Mandeel et al.10, se afirmó que el aserrín presenta un bajo rendimiento y rendimiento, y la razón de esto es que el aserrín con bajo contenido de proteínas es insuficiente para el crecimiento de hongos.

Aunque muchos materiales lignocelulósicos tienen el potencial de cultivar hongos ostra, el contenido de nutrientes del material lignocelulósico parece ser un factor que afecta significativamente el rendimiento y el crecimiento de los hongos. Se ha informado que los sustratos que contienen alto contenido de lignina y celulosa prolongan el tiempo de recolección de hongos, mientras que aquellos con alto contenido de nutrientes facilitan el proceso de colonización de los hongos en comparación con aquellos con bajo contenido. Se afirma que los sustratos con bajo contenido de nutrientes provocarán contaminación como el moho verde11. Aunque se pueden utilizar todo tipo de materiales lignocelulósicos en el cultivo del hongo ostra, algunos materiales lignocelulósicos pueden diferir entre países e incluso regiones en términos de disponibilidad5,12.

Turquía e Italia constituyen la mayor parte (80%) de la producción mundial de avellana (Corylus avellana L.)13,14. En 2019 se produjeron en todo el mundo 1.125.178 toneladas de avellanas14. Los restos de poda de cáscaras y ramas de avellana aparecen después de la recolección de la avellana. La cáscara de avellana y la rama de avellana son recursos renovables y no se utilizan en ningún ámbito de la industria forestal. Por esta razón, no se han realizado suficientes estudios en la literatura. Los agricultores locales lo utilizan quemándolo en las casas para calentarlo o como acondicionador del suelo después de la cosecha. Sin embargo, la quema con fines de calefacción causa problemas ambientales porque provoca contaminación del aire. Como resultado de la producción de avellanas, 1/5 de 1 kg de avellanas secas salen en forma de cáscara. Se informa que en Turquía se liberan anualmente aproximadamente 3 × 105 toneladas de cáscaras (y cáscaras) de avellana15,16,17. Los desechos de cáscara y ramas de avellana son materiales lignocelulósicos y tienen una estructura fibrosa que contiene celulosa, hemicelulosa y lignina17. Este subproducto (residuo) puede utilizarse como sustrato para el cultivo de hongos lignocelulósicos debido a su alto contenido en lignina14.

Si bien los residuos de cáscara de avellana se han utilizado recientemente en el cultivo de setas, no hay ninguna referencia al uso de residuos de poda de avellana en el cultivo de setas. Los residuos de poda del avellano suelen producirse por el corte de ramas viejas y ramas recién nacidas18. Según datos del año 2003, se informó que como resultado de la producción de 0,65 millones de toneladas de avellanas, se liberaron 0,45 millones de toneladas de cáscara dura de avellana y 1,7 millones de toneladas de residuos de poda19,20.

Los residuos de posos de café también son un sustrato que se ha utilizado recientemente para el cultivo de hongos. Se ha informado que anualmente se producen en el mundo 6 millones de toneladas de residuos de posos de café. El cultivo de P.ostreatus a partir de residuos de posos de café se considera un nuevo método para reciclar estos residuos en los países desarrollados21. Dado que los posos de café contienen un 12,40% de celulosa, un 39,10% de hemicelulosa y un 23,90% de lignina, se pueden desarrollar hongos de pudrición en sus posos22.

El propósito de este estudio es cultivar hongo ostra medicinal y comestible (P. ostreatus) a partir de algunos materiales de desecho, como restos de poda de ramas de avellana, cáscara de avellana, paja de trigo, posos de café y cáscaras de arroz. En el estudio se utilizaron por primera vez restos de poda de ramas de avellana en el cultivo de setas. Además de los análisis de calidad de los hongos cultivados, se determinaron los cambios químicos (holocelulosa, alfa celulosa, cantidades de lignina, sustancias extractivas y contenido de cenizas) en materiales lignocelulósicos antes y después del cultivo de hongos. Los cambios químicos en materiales lignocelulósicos debidos a la actividad de P. ostreatus también se caracterizaron mediante espectrometría FTIR.

Para cultivar hongos ostra en el estudio se utilizaron desechos de ramas/podas de avellana (Corylus avellana L.), cáscara de avellana, paja de trigo, restos de café molido y desechos de cáscara de arroz. El brunch de avellana (HB), la cáscara de avellana (HH) y la paja de trigo (WS) fueron suministrados por los productores y el café molido (CG) fue suministrado por una empresa local de café en la región de Düzce en Türkiye. HB y HH se trituraron en un molino Wiley hasta un tamaño de 1 cm. Se utilizó WS para el tamaño de 5 a 6 cm y el CG fue de 0,3 a 0,5 mm.

Se prepararon mezclas homogéneas de 100% y 50% en peso secadas al aire (p/p) (Tabla 1). Las mezclas se humedecieron a intervalos regulares durante 1 día y se aseguró que su humedad alcanzara el 50-55%. Luego, se pesa 1 kg de cada combinación y se llena en bolsas de polipropileno resistentes al calor (28 × 42 cm) y se mantienen en un autoclave a 121 °C durante 1,5 h. Se esterilizaron en autoclave 5 réplicas para cada combinación. Después de la esterilización, se determinaron el pH y el contenido de humedad de cada mezcla. Los compost esterilizados en autoclave se dejaron enfriar durante la noche y se dejaron alcanzar una temperatura de 24 °C (temperatura ambiente). Luego, se inoculó semilla de P. ostreatus en el compost a una tasa del 2% en comparación con el peso del compost seco en la cámara de aire. Las semillas de P. ostreatus utilizadas en el estudio se compraron a la empresa Bursa Mantar, Bursa, Türkiye. Los composts inoculados con huevas se mezclaron homogéneamente y las bolsas se ataron herméticamente y se transfirieron a la sala de incubación.

Las compostas se mantuvieron en un ambiente oscuro a 22 ± 2 °C y 70% de humedad relativa en la sala de aire acondicionado. Una vez completada la colonización del micelio, se perforaron agujeros en las bolsas y se ajustó la temperatura ambiente a 14-16 °C. La humedad ambiental aumenta al 80-90%. Después de esta etapa, se ventiló la sala de incubación (con el nivel de CO2 por debajo de 1000 ppm) y después de que se observó la formación del promordio, se proporcionó a la sala entre 50 y 60 lx de luz por m2 para promover la formación del sombrero del hongo. Los sombreros de los hongos se cosecharon y se pesaron en básculas de precisión y se registraron sus pesos húmedos. Se cosecharon un total de 3 hongos de cada combinación. El rendimiento y las actividades biológicas de cada combinación se determinaron de acuerdo con el peso del sombrero del hongo con la siguiente fórmula23.

Además, se registraron el tiempo de desove, los días hasta la primera cosecha (precocidad) y el tiempo total de cosecha.

Los análisis de cenizas, materia seca, humedad, aceite, nitrógeno, proteínas y elementos de los hongos cosechados se llevaron a cabo en el laboratorio del Centro de Investigación y Aplicación de Investigación Científica y Tecnológica (DUBIT), Duzce, Turquía. Los análisis de cenizas, materia seca, humedad, aceite, nitrógeno, proteínas y elementos de los hongos cosechados se determinaron según Kacar24.

Las materias primas de control utilizadas antes de la producción de hongos (HB-C, HH-C, WS-C, CG-C y RH-C) y los materiales restantes degradados por hongos (HB-F, HH-F, WS-F, CG- F y RH-F) se molieron y tamizaron en el molino Wiley. Se secaron 40 muestras de malla en un horno (103 °C ± 2) y se prepararon para la determinación del contenido extractivo. Se pesaron 5 g de muestras completamente secas y se sometieron al proceso de extracción con solvente de acetona durante 6 h. Se realizaron tres réplicas de cada tipo de sustrato. Una vez completado el proceso de extracción, se filtró al vacío del crisol (poro 2) y se secó a 103 °C ± 2 durante 12 h. La cantidad de sustancia extractiva en los materiales lignocelulósicos se determinó en comparación con el peso seco total inicial. El contenido extractivo de los sustratos se determinó según TAPPI T 204 cm-1725 con algunas modificaciones.

La determinación de la holocelulosa se realizó según el método del cloruro de Wise y John26. El método se aplicó a 5 materias primas diferentes; Restos de poda de avellana, cáscara de avellana, cáscara de arroz, posos de café y materiales de paja. Se colocaron muestras de malla 40 libres de extracción secadas en horno (5 g) en un matraz de 250 ml que contenía 160 ml de agua destilada, 1,5 g de NaClO2 y 0,5 ml de ácido acético glacial y se incubaron a 78 °C durante un período de tiempo. . El matraz se agitó durante 1 h y se agitó a intervalos regulares durante toda la reacción. Después de 1 h, se añadieron a la mezcla 1,5 g de NaClO2 y 0,5 ml de ácido acético glacial y se continuó calentando durante 1 h. Este proceso se repitió cuatro veces y cuando se completó la cloración, la mezcla se filtró a través de un crisol de vidrio (por 2). Después, el residuo se lavó repetidamente con acetona seguido de agua destilada fría y luego se secó en una estufa a 103 ± 2 °C. Luego se determinó el contenido de holocelulosa (%) con respecto al peso seco total inicial.

El contenido de alfacelulosa se determinó según la norma TAPPI T 203 cm-0927 utilizando NaOH al 17,5% sobre muestras de holocelulosa. Se colocaron aproximadamente 2 g de holocelulosa secada en horno en un vaso de precipitados y se añadieron 10 ml de solución de NaOH al 17,5%. Esta mezcla se mezcló dos veces con 5 ml de solución de NaOH al 17,5% a intervalos de 5 min y luego se mantuvo en un baño de agua a 20 °C durante 30 min. Luego, a la mezcla se le agregaron 33 mL de agua destilada y se mantuvo a 20 °C durante 60 min, para luego filtrarse a través de un crisol de por 2. El residuo en el crisol se lavó primero con 100 ml de solución de NaOH al 8,3%, luego con 15 ml de ácido acético al 10% y 250 ml de agua destilada, se secó a 105 ± 3 °C y se pesó. Finalmente, se determinó el % de contenido de a-celulosa con respecto a la holocelulosa secada en horno.

Se tomó como lignina la cantidad de componente eliminado de la madera mediante cloración del material libre de extractivos en la determinación de holocelulosa. Este es el contenido teórico de lignina.

FTIR (espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier) es una técnica rápida y no destructiva que se ha utilizado con éxito para detectar compuestos químicos en estructuras complejas. Actualmente se considera que la aplicación más intrigante de esta técnica explica los procesos de degradación de diversos desechos agrícolas para el cultivo de hongos14.

Los análisis FT-IR se realizaron en el Laboratorio de Investigación Científica y Tecnológica de la Universidad de Düzce. Antes del análisis se molieron ramas de avellana, cáscara de avellana, paja de trigo, posos de café y cáscaras de arroz y se secaron a 103 °C ± 2 durante 12 h. Los espectros de absorción de los sustratos utilizados se obtuvieron mediante la técnica de KBr (Bromuro de Potasio) basada en la formación de pellets. Dado que este método proporciona picos menos ruidosos que los métodos obtenidos con otros ATR, se prefirió FT-IR (4 cm-1, 40 escaneos). En cada análisis, se mezclaron y prensaron aproximadamente 5 a 10 mg de sustrato y 1% del peso del sustrato de polvo de KBr en gránulos para la medición FT-IR.

Las diferencias en rendimiento, eficiencia biológica, tiempo de desove y tiempo total de cosecha de los hongos obtenidos según el tipo de material lignocelulósico residual y las diferencias entre los componentes químicos de los lignocelulósicos se evaluaron con ANOVA unidireccional. Se aplicó la prueba de discriminación de medias de Duncan al nivel de α = 0,05 para las variables que se determinó que tenían diferencias entre los grupos según los resultados de ANOVA.

Los autores cumplieron con la Declaración de Política de la UICN sobre Investigación de Especies Amenazadas y la Convención sobre el Comercio de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres.

La Tabla 2 muestra los valores de rendimiento y eficiencia biológica para cada sustrato. Según la Tabla 2, las diferencias entre los sustratos en términos de rendimiento de hongos y valores de actividad biológica fueron estadísticamente significativas (P <0,05). Los valores más altos de rendimiento (257 g/kg) y eficiencia biológica (64%) se determinaron en las mezclas de 1RH:1CG. Además, se determinaron un valor de rendimiento de 255,7 g/kg y una eficiencia biológica del 63,9 % en el sustrato preparado a partir de HB solo. No hubo diferencias estadísticas entre los valores de rendimiento y eficiencia biológica de los hongos producidos a partir de HB solo y los de las mezclas 1RH: 1CG (P <0,005). El menor rendimiento se obtuvo en los sustratos preparados mezclando HB y CG. En los estudios de la literatura, la paja de trigo se utiliza como muestra de control en el cultivo de P. ostreatus. En este estudio, se encontró un rendimiento de 172,5 g/kg solo en WS. Cuando se agregaron HB y CG a los sustratos WS, el valor de rendimiento y eficiencia biológica aumentó, mientras que disminuyó con la adición de sustratos HH.

Cuando se agregaron WS, RH, CG y HH a los sustratos HB, el rendimiento y el valor de eficiencia biológica de estas mezclas disminuyeron. Mientras que el valor de rendimiento de los hongos preparados solo con CG fue mayor que el de los producidos con proporción 1:1, el valor de rendimiento y eficiencia biológica de las combinaciones producidas solo con RH y CG fueron menores que los de CG solo.

Muchos estudios han revelado que los valores de rendimiento y eficiencia biológica difieren según el tipo de sustrato utilizado. En los estudios de la literatura, la paja de trigo se utiliza como muestra de control en el cultivo de hongos. Se encontró que el rendimiento de hongos obtenido del HB utilizado por primera vez en este estudio era mayor que el del WS, pero no hubo diferencia estadística entre ellos. Cuando WS y HB se utilizaron como mezcla en una proporción de 1:1, no hubo diferencia estadística entre ellos en términos de rendimiento y eficiencia biológica. Por este motivo, se puede recomendar el uso de HB como alternativa al WS o el uso de sus combinaciones. Pekşen y Küçükomuzlu28 revelaron que las mezclas preparadas con cáscara de avellana daban una menor actividad biológica que la paja de trigo. Yildiz et al.5 obtuvieron los mayores valores de rendimiento y eficiencia biológica en mezclas de paja de trigo y papel usado preparadas con sustratos de hojas de avellana, aserrín, paja de trigo, papel usado, hojas de álamo europeo y hojas de tilia. Fanadzo et al.29 estudiaron paja de trigo (Triticum aestivum), rastrojos de maíz (Zea mays L.), pasto de paja (Hyparrhenia filipendula) y suplementos ricos en aceite/proteínas ((salvado de maíz, cáscara de semilla de algodón (Gossypium hirsutum)) y afirmaron que El rastrojo de maíz es un material lignocelulósico más adecuado para el cultivo de P. ostreatus que la paja de trigo.

La Tabla 3 muestra el tiempo de desove, los días hasta la primera cosecha (precocidad) y el tiempo total de cosecha según los tipos de sustrato utilizados en el estudio. Se encontraron diferencias estadísticamente significativas entre los tiempos de desove, precocidad y tiempo total de cosecha de los sustratos (P < 0,005). De acuerdo con la Tabla 3, el tiempo de desove más largo (45 días) se determinó en los sustratos preparados con 1HH:1CG mientras que el tiempo de desove más bajo fue de 15 días en los sustratos preparados con 1RH:1CG. Los tiempos de ejecución no difirieron estadísticamente entre mezclas de HB, WS, 1HB:1WS, 1HB:1CG, 1HB:1RH y 1RH:1CG. Los primeros tiempos de cosecha (precocidad) también fueron similares al tiempo de desove. Al examinar los tiempos promedio totales de cosecha, el mayor tiempo de cosecha (83 días) se obtuvo en los sustratos preparados a partir de la mezcla de 1HB:1HB, mientras que el menor (41.7 días) se determinó en las mezclas preparadas con HB y WS.

Cuando se utilizó material lignocelulósico solo, el tiempo de desove más bajo se encontró en los sustratos WS y HB. El corto tiempo de desove en la paja de trigo se debe al menor tiempo de fermentación y al menor requerimiento de nutrientes, ya que contiene 39/51% de celulosa, 76% de holocelulosa, 18% de lignina, 3,5% de proteína y 0,6% de proteína digestible5. El largo tiempo de desove en sustratos solos y mezclas de CG y HH puede causar el desarrollo de mohos verdes debido a la contaminación y una disminución en los valores de rendimiento30. Puliga et al.14 también revelaron un tiempo de ejecución alto en HH. Por otro lado, Carrasco-Cabrera et al.21 informaron que los posos de café aumentan el tiempo de desove. El largo tiempo de desove en los desechos de café puede deberse al tamaño muy delgado y pequeño de la geometría de las partículas de café31.

Las propiedades de algunos nutrientes (cenizas, materia seca, humedad, aceite, nitrógeno y proteínas) de los hongos obtenidos de sustratos se muestran en la Tabla 4. Cuando se examinaron los valores de nutrientes de los hongos obtenidos de HB, las cenizas y la materia seca fueron generalmente más altas que las de otros sustratos, mientras que el valor de humedad fue menor. Cuando se consideran los contenidos de proteína y nitrógeno, se encontró que la cantidad de nitrógeno y proteína en los hongos obtenidos del café en sustratos suplementados con café era generalmente alta. La menor cantidad de proteínas y nitrógeno se determinó en los hongos cultivados únicamente a partir de paja de trigo. En los casos en que se requieran necesidades proteicas, se pueden producir hongos complementándolos con CG. La mayor cantidad de aceite se determinó a partir de hongos producidos solo a partir de CG, mientras que la menor se obtuvo en mezclas de 1HB:1RH.

Los contenidos elementales de los hongos obtenidos a partir de sustratos preparados a partir de diferentes tipos de desechos lignocelulósicos se dan en la Tabla 5. Se detectaron diferencias significativas entre los contenidos elementales de los hongos obtenidos de los sustratos. Las mayores cantidades de los nutrientes P (26.288 mg/kg), Mg (3510 mg/kg), K (48.347 mg/kg), Fe (133,89 mg/kg), Mn (15,85 mg/kg), Cu (33,29 mg /kg) y Zn (98,26 mg/kg) en hongos cultivados a partir de sustrato HH. En el estudio, se encontró que el elemento Na (746 mg/kg) en los hongos obtenidos de desechos de HB que se utilizaron por primera vez en el cultivo de hongos era mayor que los hongos obtenidos de otros sustratos. Se encontró que la cantidad de Mn en los hongos obtenidos de HB era de 5,19 mg/kg, cifra inferior a la de los hongos obtenidos de otros sustratos. Los análisis minerales de P.ostreatus en este estudio se parecen a los registrados por Ananbeh y Almomany32.

Según los tipos de sustrato, las cantidades de holocelulosa, alfa celulosa y lignina antes y después del cultivo de hongos se muestran en la Fig. 1. Entre los tipos de sustrato, la mayor cantidad de holocelulosa (77,4%) antes de la degradación fúngica se detectó en el RH- C (Control de Cáscara de Arroz), mientras que la más baja se detectó en un 46.9% en la muestra HH-C (Control de Cáscara de Avellana). Se observó que la cantidad de holocelulosa disminuyó después de la degradación fúngica. En el estudio se detectó un 67% de holocelulosa, un 57,4% de alfa celulosa y un 33% de lignina en el material HB, que se evaluó por primera vez en la producción de hongos. En un estudio previo realizado por Gençer y Özgül33, se encontró que la holocelulosa era 82,07%, alfa celulosa 41,33, lignina 15,89%, ceniza 0,72% y sustancia extractiva 2,83% en la muestra de control no degradada de HB. Las cantidades de holocelulosa, alfa celulosa, lignina y ceniza en la muestra de control no degradada de HH se determinaron en 55,1%, 34,5%, 35,1% y 8,22%, respectivamente, en un estudio previo realizado por Güney17. Cuando se examinaron las proporciones de alfa celulosa de los sustratos, la proporción de alfa celulosa más alta se encontró en el tipo de sustrato CG entre las muestras de control. Se observó una disminución de alfa celulosa en todos los tipos de sustrato después de la degradación fúngica. Cuando se examinaron las cantidades de lignina, hubo un aumento en la proporción de lignina después del ataque de hongos en comparación con las muestras de control con el efecto de degradación.

Hallazgos del análisis químico del antes y después del cultivo de hongos según tipos de sustrato. Nota C, Control para cada sustrato/antes del cultivo; F, Hongo degradado para cada sustrato/después del cultivo (HB-C: control de ramas de avellana/antes del cultivo de hongos; HB-F, degradación de hongos en ramas de avellana/después del cultivo de hongos (los otros sustratos se diseñaron de manera similar en la Figura)).

La disminución de los ratios de holocelulosa y alfa celulosa también fue indicada en un estudio realizado por Atila34 y Jonathan et al.35. La disminución de macromoléculas en materiales lignocelulósicos después de la producción de hongos se debe al uso de estas estructuras por parte de P.ostreatus tanto durante el crecimiento micelial como durante la formación del cuerpo fructífero. Las hifas del hongo P. ostreatus secretan grandes cantidades de enzimas extracelulares que provocan la degradación de celulosa, hemicelulosa y lignina36. Sin embargo, dado que las enzimas secretadas actúan de forma selectiva, pueden degradar los componentes de la pared celular a diferentes velocidades. La disminución en la cantidad de holocelulosa en el sustrato HB fue menor que en los otros sustratos. Esto puede deberse a que el sustrato HB tiene una estructura más densa y compacta. Se puede decir que la razón del aumento proporcional o constante en lugar de la disminución en la cantidad de lignina es que la lignina es más difícil de descomponer que la celulosa y la hemicelulosa debido a su estructura compleja37.

La lignina desempeña un papel fundamental en el ciclo del carbono en la Tierra. Su estructura heterogénea proporciona rigidez a las plantas y protege la celulosa y hemicelulosa de la degradación38,39. Esta estructura rígida afectó el rendimiento del hongo ostra y la eficiencia biológica en el estudio. HB dio el mayor rendimiento y eficiencia biológica de 255,7 g, 63,9%, mientras que HH dio el menor rendimiento y eficiencia biológica de 157,5 g, 39,4%, respectivamente. Cuando se compararon los contenidos lignocelulósicos de los sustratos con el rendimiento de hongos producidos, se observó que HB tenía un alto contenido de α-celulosa del 57,4% y un bajo contenido de lignina del 30%. Además, HH tuvo el mayor contenido de lignina, 53,1% en el estudio actual. Se puede atribuir a estos hallazgos que, dado que el componente de lignina de los sustratos es una disposición heterogénea e irregular de polímero de fenilpropanol, resiste la degradación enzimática de los hongos y protege el componente de celulosa. Cuando se digiere el componente de celulosa, se producen glucosa y azúcares de celobiosa que permiten que los hongos los consuman. Parece que el consumo de azúcares por parte del hongo (P. ostreatus) estaba limitado por la lignina40.

Los contenidos de extractos, cenizas y valores de pH de los sustratos utilizados en el estudio se muestran en la Tabla 6. Cuando se examinaron los contenidos de extractos, el contenido de extractos más alto (12,7%) se detectó en CG-C entre los sustratos no degradados, mientras que el contenido de extractos más bajo (0,07%) se detectó en CG-C. %) se detectó en RH-C. Según los datos obtenidos del estudio, los contenidos extractivos aumentaron significativamente en HB-F, WS-F y RH-F en comparación con sus controles no degradados en contraste con HH-F y CG-F (P <0,05). Los hallazgos en la Tabla 6 mostraron que el contenido de cenizas aumentó significativamente en los sustratos degradados por hongos (P <0,05). El mayor contenido de cenizas se registró con un 35,5% en RH-F. Después del cultivo de hongos, las proporciones de cenizas aumentaron en más del 100% en los sustratos degradados por hongos en comparación con los sustratos iniciales. También se encontraron resultados similares en un estudio realizado por Zhang y Fadel41. Los valores de pH de los sustratos disminuyeron en comparación con los valores iniciales después del cultivo de hongos.

En las Figs. 2, 3, 4 y 5. Los picos que ocurren en esta región representan lignina y polisacáridos en materiales lignocelulósicos (Tabla 7). Las bandas a 1730 cm-1 representan vibraciones de C=O no conjugadas que se originan en las estructuras de acetilo y ácido carboxílico en xilano (hemicelulosa)46,47,48. Si bien se observó una ligera disminución en la intensidad máxima de la paja de trigo en esta región, no se observaron cambios significativos en las otras muestras. La banda ancha en el rango de 1680-1560 cm-1 representa las tensiones C=C y C=O de la cadena aromática de lignina (1630 cm-1)48,52, el estiramiento C-O de la vibración del esqueleto aromático de lignina (1595 cm-1) −1)46,47,53 y la deformación O–H del agua absorbida (1640 cm−1)46. El efecto de superposición de estos grupos provocó la formación de un amplio pico. Se observa que la intensidad de esta banda aumentó significativamente en todas las muestras. La visibilidad de las vibraciones en esta región aumenta por la degradación de la lignina de P. ostreatus. Las bandas a 1510 cm-1 representan vibraciones aromáticas de estiramiento de C-O de la lignina46,50,53. Las deformaciones C – H de los grupos CH2 y CH3 en lignina y hemicelulosas y las vibraciones de flexión en el plano de CH2 de celulosa y lignina se observan en bandas de 1455 y 1418 cm-1, respectivamente. Las bandas a 1370 cm-1 representan vibraciones de deformación C-H simétricas y asimétricas de celulosa y hemicelulosas42,50,52,54. Las bandas a 1320 cm-1 representan la vibración de flexión en el plano del CH2 que se encuentra en el C6 de la celulosa cristalina50. En todos los materiales lignocelulósicos se observa un aumento en la intensidad de estas bandas con el efecto fúngico. Este aumento está relacionado con el aumento en la longitud de los picos con regiones cristalinas que aparecen de manera más prominente a medida que la celulosa de P. ostreatus degrada las regiones amorfas. Se ve que este efecto es mayor en RH en comparación con otros materiales lignocelulósicos. La banda a 1230 cm-1 está asociada con vibraciones de estiramiento de C-O entre lignina y xilano (hemicelulosa)47. Representa las vibraciones de estiramiento C – O – C de los enlaces glicosídicos del hombro a 1150 cm −156, el estiramiento C – O de las bandas de celulosa y hemicelulosas a 1030 cm −1 y la vibración de flexión C – OH del xilano52,54,57. En la banda de 1150–900 cm−1, no hay cambios significativos para WS, HH y HB, mientras que la intensidad de la banda aumenta significativamente en RH. Los cambios significativos en las longitudes de onda de 1624, 1320 y 1034 cm-1 revelan el efecto de degradación de P. ostreatus sobre la lignina, la celulosa y las hemicelulosas en RH. El hombro débil a 898 cm-1 está asociado con enlaces glicosídicos β-(1 → 4) de la celulosa48,52.

Espectros FTIR de WS-C y WS-F (antes y después de la degradación fúngica).

Espectros FTIR de HB-C y HB-F (antes y después de la degradación fúngica).

Espectros FTIR de HH-C y HH-F (antes y después de la degradación fúngica).

Espectros FTIR de RH-C y RH-F (antes y después de la degradación fúngica).

Los espectros FTIR de CG-C y CG-F se muestran en la Fig. 6. La vibración de estiramiento C=O de CG-C (muestra de control no degradada) se observa en la banda de 1743 cm-142,43,44,45 . Esta banda es característica de los grupos éster alifáticos que se encuentran en el ácido quínico y los lípidos específicos del café. En esta región (alrededor de la banda de 1735 cm-1), también hay una vibración de estiramiento C=O de la hemicelulosa no conjugada. Se ve que esta banda desaparece por ataque de hongos (P. ostreatus). En la banda de 1652 cm-1 se observan vibraciones de estiramiento C=O asociadas con la cafeína y vibraciones C=C de lípidos y ácidos grasos42,45. Al mismo tiempo, esta banda representa las tensiones C=C y C=O de la cadena aromática de lignina (1630 cm-1), el estiramiento C-O de la vibración del esqueleto de lignina aromática (1595 cm-1) y la tensión O-. H deformación del agua absorbida (1640 cm−1)45,51. La visibilidad de las vibraciones en esta región aumentó con la degradación de la lignina. Se observa vibración aromática de estiramiento de C-O de la lignina en la banda de 1512 cm-142. En la banda de 1458 cm-1, hay vibraciones de flexión C-H y deformación C-H de los grupos metilo y metileno que se encuentran en los ácidos clorogénicos junto con la lignina y los polisacáridos. Se observan bandas de ácidos clorogénicos (ésteres formados por el ácido quínico y algunos ácidos transcinámicos) en la región de 1450-1050 cm-1. La deformación C-O del ácido quínico se observa en la banda de 1061 cm-1 y la deformación O-H en la banda de 1371 cm-1. En las bandas 1237, 1155 y 1061 cm−1 tiene lugar la absorción del enlace éster C–O–C del ácido quínico44,55. Las tres bandas observadas en la región de 900 a 750 cm-1 representan enlaces glicosídicos β-(1 → 4) de arabinogalactanos, galactomananos y polisacáridos de celulosa58. Hay una disminución en la intensidad de estas bandas. Los tipos de vibración C – H, C – O – C, C – N y P – O específicos de los polisacáridos también se exhiben en la región de 900 a 1400 cm-1. Debido al solapamiento de bandas específicas de celulosa, hemicelulosa y lignina, y ácidos cromáticos, no es posible diferenciar bandas de estas estructuras con FTIR. Al considerar los cambios en las bandas de la región de la huella dactilar de 1800–600 cm-1, se ve que P. ostreatus afecta los ácidos clorogénicos y las estructuras de celulosa, hemicelulosa y lignina en la estructura lignocelulósica.

Espectros FTIR de CG-C y CG-F (antes y después de la degradación fúngica).

En este estudio, se cultivó por primera vez el hongo P. ostreatus a partir de desechos de HB. Además, se evaluaron HH, CG, RH y WS como material de sustrato formando una mezcla con desechos de HB. Como resultado del estudio, el hongo P. ostreatus se cultivó con éxito en desechos de HB. Además, se caracterizaron los cambios en la estructura de los materiales lignocelulósicos mediante análisis químicos y estudios FTIR. En el estudio, el valor de rendimiento más alto (255 g/kg) se determinó en el sustrato HB, que se evaluó en el cultivo de hongos por primera vez, mientras que el valor de rendimiento fue de 172 g/kg en el sustrato WS utilizado como muestra de control. El contenido de α-celulosa y lignina de los sustratos afectó el rendimiento y la eficiencia biológica de los hongos producidos a partir de los sustratos únicamente. Se encontró que el tiempo de generación era más largo en los sustratos HH y CG en comparación con otros sustratos. Después del cultivo de P. ostreatus, las tasas de contenido de holocelulosa y α-celulosa disminuyeron, mientras que las tasas de contenido de lignina y ceniza aumentaron. Las evaluaciones de espectroscopía FTIR indicaron que se produjeron cambios significativos en los picos de los componentes de celulosa, hemicelulosa y lignina. En general, este estudio demostró que los desechos de HB se pueden utilizar para el cultivo de P. ostreatus.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Descargar referencias

Los autores desean agradecer al Prof. Dr. Süleyman KORKUT por proporcionar instalaciones de laboratorio y su orientación para este proyecto.

Esta investigación fue apoyada financieramente por la Dirección de Proyectos de Investigación Científica de la Universidad de Düzce (DÜBAP 2020.02.03.1131).

Departamento de Silvicultura, Escuela Profesional de Silvicultura, Universidad de Duzce, Campus Konuralp, Duzce, Türkiye

Caglar Akçay

Centro de Investigación y Aplicación de Reciclaje Industrial de Residuos Agrícolas, Universidad de Duzce, Campus Konuralp, Duzce, Türkiye

Faik Ceylan y Recai Arslan

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CA: Redacción—borrador original, Metodología, Investigación, Supervisión. FC: Análisis estadístico, redacción, revisión y edición, análisis químico. RA: Investigación, Metodología, Análisis Químico.

Correspondencia a Caglar Akcay.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Akcay, C., Ceylan, F. & Arslan, R. Producción de hongo ostra (Pleurotus ostreatus) a partir de algunos materiales lignocelulósicos de desecho y caracterización FTIR de cambios estructurales. Informe científico 13, 12897 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-40200-x

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Recibido: 25 de abril de 2023

Aceptado: 07 de agosto de 2023

Publicado: 09 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-40200-x

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